پایدارسازی آنتوسیانین های عصاره چای ترش با استفاده از پلی فنول ها

مقدمه

چای ترش با نام علمی(L. sabdariffa Hibiscus)  گیاهی یک ساله یا دو ساله متعلق به خانواده پنیرکیان است که ارتفاع آن گاهی به 4 متر نیز می رسد. این گیاه در سراسر جهان، در مناطق گرمسیر و نیمه گرمسیر کشت می شود و در نواحی تولید کننده، به نام روسل معروف می باشد (یادونگ و همکاران 2005).

چای ترش، بومی غرب آفریقا می باشد و در ایران تنها در استان سیستان و بلوچستان کشت میشود (صندوق داران 1379 ). مهم ترین بخش گیاه چای ترش، کاسبرگ های آن است. کاسبرگ خشک گیاه چای ترش حاوی فلاونوئید، آنتوسیانین، گوسیپتین، مقدار بالایی اگزالیک اسید، سوکسینیک اسید و اسیدهای آلی است. از کاسبرگ این گیاه برای درمان فشار خون بالا، اسهال، آبسه دهان و درمان اسکوربیت (کمبود ویتامین c) استفاده می شود.

همچنین چای ترش در مقایسه با خانواده مرکبات دارای اسید آسکوربیک بیشتری می باشد (نورهیزان و همکاران 2010 و یوردیانسیا و همکاران 2012 و میلنا و همکاران 2012). چای ترش به صورت بالقوه منبع خوبی از آنتی اکسیدان های طبیعی است که میتوانند از بدن در برابر آسیب های ناشی از رادیکالهای آزاد و پراکسیداسیون لیپیدی محافظت کنند. اثرات محافظتی احتمالا از طریق مقادیر بالای آسکوربیک اسید، بتاکاروتن و ترکیبات فنولی و به خصوص آنتوسیانین ها (دلفنیدین 3- گلوکوزید، دلفینیدین-3-سمبوبیوساید و سیانیدین-3- سمبوبیوساید) اعمال میشود (پاولینگ و همکاران 2002 و عزیز و همکاران 2007).

آنتوسیانین ها، مشتقات گلیکوزیدی پلی هیدروکسیل و متوکسیل نمک های 2 فنیل بنزوپیریلیوم، رنگ دانه غیر سمی و محلول در آب است که به طور گسترده ای در طبیعت یافت می شود. امروزه به دلیل خواص فراوان نظیر فعالیت آنتی اکسیدانی و ویژگی های فیزیولوژیکی مختلف از جمله خواص ضد سرطانی، ضد التهاب، ضد حساسیت و پیشگیری از انسداد شریان قلب، کاهش کلسترول و فشار خون بالا و... مصرف آنتوسیانین ها در دنیا بسیار مورد توجه قرار گرفته است (تولکر و همکاران 2007 ،اولالی 2007 و الیانا و همکاران 2007).

آنتوسیانین ها بسیار ناپایدار بوده و به راحتی مستعد تخریب می باشند. مطالعات نشان می دهد که عوامل مختلفی روی رنگ و پایداری رنگ دانه های آنتوسیانین اثر دارند که از آن جمله میتوان به ساختار و غلظت آن، pH ،دما، نور، اکسیژن، آنزیم، قندها، اسید آسکوربیک و حضور کوپیگمنت اشاره کرد (مالین- 1 آبرت و همکاران 2001 .( خطیب زاده و جعفر زاده، )1395) به بررسی اثر pH بر کوپیگمانتاسیون آنتوسیانین گلبرگ زعفران پرداختند و گزارش کردند بهترین محدوده pH برای کوپیگمنتاسیون آنتوسیانین گلبرگ زعفران 1 تا 3 بوده است.

مطالعات نشان می دهد که یکی از راه های مؤثر در حفظ رنگ و پایداری آنتوسیانین ها تجمع آنها با ترکیباتی به نام کوپیگمنت میباشد (کاوالکانتی و همکاران 2011 .(پدیده ای که در آن رنگدانه های 2 کوپیگمانتاسیون ناپایدار با ترکیبات آلی در نقش کوپیگمنت، تشکیل تجمع یا کمپلکس مولکولی می دهند و در طی این عمل پایداری شان افزایش مییابد (گوردیلو و همکاران 2012 ). انواع زیادی از ترکیبات به عنوان کوپیگمنت عمل می کنند  .

کوپیگمنت ها به طور طبیعی در گیاهان عالی یافت می شوند و تاکنون محدوده بسیار وسیعی از ترکیبات با ساختار متفاوت به عنوان کوپیگمنت شناسایی شده اند که متداول ترین آنها فلاونوئیدها، اسیدهای آلی و ترکیبات فنولی می باشند (مازا و برویالرد1990). یکی از بهترین منابع آنتی اکسیدان های طبیعی، ترکیبات فنولی هستند که توزیع فراوانی هم در گیاهان دارند )شهیدی 2000).

پلی فنول ها یک گروه ویژه از متابولیت های ثانویه هستند که مشخصه آنها داشتن چندین گروه فنولی است (امس و همکاران 1993 .( خاصیت آنتی اکسیدانی گیاهان به میزان ترکیبات پلی فنولی آنها بستگی دارد (ویسمن و همکاران 1996). از منابع گیاهی مختلف میتوان به چای سبز (حاوی اپی کاتچین، اپی کاتچین گالات، اپی گلاو کاتچین و اپی گالو کاتچین گالات)، رزماری (حاوی فلاونوئیدها و فنول های دی ترپن)، گل سرخ (دارای فلاونوئیدها و آنتوسیانین ها به ویژه سیانیدین ها) و مریم گلی (دارای فلاونوئیدها و اسیدهای فنول همچون کوئرستین، کامفرول، لوتئولین، میریستین) اشاره کرد که منابع بسیار خوبی از ترکیبات فنول هستند که در صنایع غذایی بسیار مورد توجه واقع شده اند (دوک 1989 ،باگات و همکاران 2003 ،اسچیبر و همکاران 2005 و آکول 2008 ).

در سال های اخیر به منظور پایدار سازی آنتوسیانین ها بررسی های مختلفی به انجام رسیده است. ایرو و هاینونن (2002) به بررسی اثر کوپیگمنت های مختلف نظیر اسید گالیک، اسید کافئیک، اسید فرولیک، اسید رزمارینیک و اسید کلروژنیک بر پایداری رنگ آنتوسیانین های پالرگونیدین3 گلوکوزید، سیانیدین3 گلوکوزید، مالویدین 3 -گلوکوزید، سیانیدین3 )کومارویل-گلوکوزیل) گالاکتوزید، سیانیدین3 )گلوکوزیل-گزیلوزیل) گالاکتوزید پرداختند. آنها دریافتند قویترین کوپیگمنت برای تمامی آنتوسیانین ها اسید فرولیک و اسید رزمارینیک است. اما افزایش رنگ آنتوسیانین ها در طول 6 ماه انبارمانی توسط اسید رزمارینیک پایداری کمی در طی نگهداری داشت.

تالکوت و همکاران (2003) به بررسی افزایش شدت رنگ آب انگور قرمز توسط کوپیکمنتاسیون پرداختند، نتایج نشان داد افزودن اسید رزمارینیک در مقادیر 2/0 و 4/0 درصد حجمی/ حجمی در روز اول منجر به افزایش میزان کل آنتوسیانین های آب انگور قرمز از 1210mg/I در لیتر در نمونه شاهد به ترتیب به 1220mg/I و 1240 گردید. کلمنت و گالی )2011) اثر افزودن میزان کوپیگمنت کافئیک اسید را روی کوپیگمانتاسیون آنتوسیانین های ضایعات انگور بررسی کردند و مشاهده نمودند که افزایش میزان کوپیگمنت نسبت به عصاره خام سبب افزایش جذب میشود. در واقع با افزایش غلظت کوپیگمنت، امکان ایجاد کمپلکس بین کوپیگمنت و آنتوسیانین بیشتر میشود که در نتیجه پایداری بیشتر و جذب بالاتری مشاهده میشود.

چانگ و همکاران (2016) مطالعه ای بر روی پایدار آنتوسیانینی عصاره هویج بنفش در حضور چای سبز، وانیل و اسید آسکوربیک انجام دادند که نتایج حاصله نشان داد که عصاره چای سبز به طور قابل توجهی توانست پایداری آنتوسیانین ها را در طی مدت زمان نگهداری افزایش دهد. جادهاوا و بهوجبال(2019) به بررسی اثر کوپیگمنتاسیون بر پایداری حرارتی آنتوسیانینهای چای ترش پرداختند. در این مطالعه عصاره آنتوسیانین های استخراج شده از چای ترش که با اسید فرولیک به نسبت 1 به 6 در  PH:2/5کوپیگمنت شده بودند به طور قابل توجهی باعث افزایش پایداری آنتوسیانین ها شدند. افزودن اسید آسکوربیک به محصولات صنایع نوشیدنی، علی الخصوص به نوشیدنی هایی که از آب میوه به دست می آید، امری متداول است. از طرفی دیگر اسید آسکوربیک باعث افزایش سرعت تخریب آنتوسیانین در نوشیدنی های حاوی آنتوسیانین می گردد.

روش کوپیگمنتاسیون می تواند یک راهکار عملی برای جلوگیری از تخریب آنتوسیانین ها باشد. در این مطالعه به بررسی اثر کوپیگمنتاسیونی هر چه بیشتر ترکیبات آنتوسیانینی موجود در عصاره چای ترش توسط عصاره های گیاهی (رزماری، مریم گلی، گل سرخ و چای سبز) حاوی ترکیبات فنول به عنوان کوپیگمنت پرداخته شد. به منظور سرعت بخشیدن به تخریب رنگ دانه های آنتوسیانینی از عوامل افزایش دهنده تخریب مانند دمای بالای نگهداری، نور و حضور اسید آسکوربیک استفاده شد.

مواد و روش ها

نمونه های برگ گل چای ترش، چای سبز، رزماری، مریم گلی و گل سرخ از عطاری واقع در تبریز خریداری گردید.  سپس توسط هرباریوم گیاهان دارویی دانشکده داروسازی دانشگاه تهران نام علمی آنها به شرح زیر تایید گردید. چای ترش با نام علمی Hibiscus.Linn sabdariffa از واریته Sabdariffa و چای سبز با نام علمی .L Camelliasinensise از واریته Sinensisبود. نام علمی رزمارری .L Rosmarinusofficinalis و نام علمی مریم گلی ایرانی .L Officinalis Saliva شناسایی شد. نام علمی گل سرخ، Rosadamascene تایید شد که به عنوان گل محمدی در ایران شناخته شده است و یکی از گونههای مهم خانواده Rosaceae می باشد. سایر مواد شیمیایی شامل متانول، پتاسیم کلرید 2/0 مولار، کلریک اسید 2/0 مولار، سدیم استات 1 مولار، سود 1/0 نرمال، اسید سیتریک ا مولار و اسید آسکوربیک دارای درجه آزمایشگاهی بوده و از شرکت مرک آلمان تهیه گردید.

عصاره گیری چای ترش

به منظور عصاره گیری از چای ترش به عنوان منبع غنی از آنتوسیانین، از کاسبرگ های خشک شده چای ترش که حاوی 5 درصد رطوبت بودند استفاده شد. متانول و آب به نسبت 5/0 به 5/1 به عنوان سیستم حلال برای استخراج استفاده گردید. 50 میلی لیتر از حلال به 150 سیسی آب در ارلن 250 میلی لیتر مخروطی حاوی 6 گرم از گلبرگ اضافه گردید. ارلن توسط پوشش پلی اتیلن محکم به منظور جلوگیری از تبخیر حلال پوشش داده شد. سپس در یک تکان دهنده مداری در دمای C°40 به مدت 4 ساعت به منظور استخراج کامل رنگ دانه آنتوسیانینی نگه داشته شد. سپس عصاره استخراج شده توسط کاغذ صافی واتمن شماره 1 از کاسبرگ ها جدا گردید و توسط روتاری اواپراتور در دمای C°60 تا بریکس 12 تغلیظ گردید (کومار و همکاران  2017).

عصاره گیری ترکیبات گیاهی/ پلی فنول

به منظور تهیه سایر عصاره های گیاهی (چای سبز، رزماری، مریم گلی و گل سرخ) 260 گرم برگ این گیاهان خشک و به صورت پودر درآمدند، گلبرگ های خشک شده چای سبز، رزماری، مریم گلی و گل سرخ حاوی 5 درصد رطوبت بودند. سپس هر کدام در 2600 میلی لیتر آب مقطر مخلوط گردیدند و به مدت 20 دقیقه در دمای 60 درجه سانتی گراد باقی ماندند تا عصاره 10 درصد تهیه شود. میزان ترکیبات فنلی عصاره های چای سبز، رزماری، گل سرخ و 4/4،67/40 ،5/85( mg/l)برابر ترتیب به گلی مریم و 54/4  بود.

 به منظور بررسی اثر کوپیگمنتاسیونی عصاره ها 30 درصد وزنی/وزنی از این عصاره ها به عصاره چای ترش (به عنوان منبع آنتوسیانینی) با بریکس  12اضافه گردید. همچنین به منظور سرعت بخشیدن به روند تخریب رنگ دانه های آنتوسیانینی، به همه تیمارها )به جز تیمار شاهد( میزان 05/0 درصد وزنی/ وزنی اسید آسکوربیک اضافه گردید و به مدت 30 دقیقه مخلوط شدند(جدول 1 ). شایان ذکر است که روند تخریبی آنتوسیانین های عصاره چای ترش در حضور 05/0 درصد وزنی/وزنی اسید آسکوربیک و بدون حضور کوپیگمنت هم مورد بررسی قرار گرفت. pH  تمامی محلولها توسط اسید سیتریک 1 مولار، روی 2 تنظیم گردید. سپس تمام محلول ها به مدت 7 روز در دمای  C°40 در معرض نور محیط به منظور سرعت بخشیدن به روند تخریبی آنتوسیانین ذخیره شدند و در روزهای 3و7 نمونه برداری گردید (چانگ و همکاران 2016.)

آزمون اندازه گیری مقدار آنتوسیانین ها

مقدار ترکیبات آنتوسیانین با استفاده از روش تغییر pH تعیین گردید. بدین صورت که ابتدا 2 میلی لیتر ازعصاره استخراج شده گیاهی با 25 میلی لیتر محلول بافر دارای  PH=1که شامل پتاسیم کلرید 2/0 مولار و کلریک اسید 2/0 مولار به حجم رسانده شده و سپس 2میلی لیتر دیگر از این عصاره استخراج شده گیاهی با محلول بافر دارای PH:4/5که شامل سدیم استات 1 مولار و کلریدریک اسید 1 مولار به حجم 25 میلی لیتر رسانده شده و جذب نمونه ها در طول موج 510 نانومتر توسط دستگاه اسپکتوفوتومتر vis-UV( مدل S200 Biochrom ،ساخت انگلیس) قرائت گردید. غلظت آنتوسیانین ها توسط فرمول 1 محاسبه گردید.

Anthocyanin content mg/1=(Abs pH1-Abs pH4.5) ×484/82×1000/24825×DF  :فرمول1

اعداد 82/484 و 24825 به ترتیب وزن مولکولی و ضریب جذب مولی ( ζ )مولکول سیانیدین -3 -گلوکوزید در طول موج 510 نانومتر در محلول بافری میباشد.DF  نیز عامل رقت محسوب میشود (رپیساردا و همکاران2000).

آزمون شاخص تخریب آنتوسیانین (DI)

شاخص تخریب آنتوسیانین با استفاده از تقسیم میزان جذب در 420 نانومتر به میزان جذب در 520 نانومتر به دست آمد (فرمول2). بدین صورت که جذب نمونه ها در طول موج های 520 و 420 نانومتر اندازه گیری شد و از بافر سیترات 1/0 مولار جهت صفر کردن دستگاه استفاده گردید. افزایش در DI بعد از تخریب رنگ دانه معمولا نشان دهنده کاهش رنگ قرمز ( A520 )و افزایش رنگ قهوه ای (A420) است. جذب در طول موج 420 ( A420 ) و جذب در طول موج 520( A520 ) مارکاکیس (1982).

DI=A420/A520                                                        : فرمول 2

آزمون تعیین میزان کل پلی فنول ها  

مقدار کل ترکیبات پلی فنول موجود در تیمارهای مورد بررسی توسط رنگ سنجی با معرف فولین سیوکالتو مورد بررسی قرار گرفت. اساس کار بدین صورت است که 10 میلی لیتر از هر نمونه در 10 میلی لیتر اتانول 96 درصد مخلوط گردید، به همین روش اسید گالیک با اتانل رقیق شد. سپس به لوله آزمایش مربوط به نمونه 100µl  از نمونه رقیق شده و به لوله آزمایش کنترل مثبت µl 100 از محلول اسید گالیک رقیق شده اضافه گردید و به لوله آزمایش کنترل منفی مقدار 100 µl از معرف فولین سیوکالتو اضافه شد. پس از اختلاط کامل لوله های مورد آزمایش را به مدت 5 دقیقه نگه داری گردید.

به هر لوله آزمایش مقدار 750 µl کربنات سدیم 6 درصد به منظور انجام واکنش احیا و تشدید رنگ اضافه شد. لوله ها را برای انجام واکنش برای مدت زمان 60 دقیقه در تاریکی قرار گرفتند. در نهایت شدت جذب با دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 780 نانومتر قرائت شد. میزان کل ترکیبات پلی فنولی موجود در عصاره توسط فرمول 3 محاسبه گردید و بر حسب میلی گرم هم ارز اسید گالیک در میلی لیتر نمونه با استفاده از منحنی استاندارد بیان شد در انجام این آزمون از استاندارد ملی شماره 117 کمک گرفته شد (موسسه استاندارد و تحقیقات صنعتی ایران 1392.(

 TP=A2×C2/A1                                   : فرمول 3

که در آن TP پلی فنول کل نمونه بر حسب ml/mg و C2 غلظت اسید گالیک بر حسب ml/mg،A1 جذب اسید گالیک استاندارد و A2 جذب نمونه است.

آنالیز آماری

تمام آزمایش ها در قالب طرح کاملا تصادفی در سه تکرار انجام شد. داده های حاصل از سنجش های انجام شده بر اساس روش آنالیز واریانس یک طرفه دانکن با 95 درصد 2  اطمینان با استفاده از نرم افزار مینی تب 16 مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفت.

نتایج و بحث

تأثیر اسید آسکوربیک بر پایداری آنتوسیانین ها

در مطالعه حاضر حضور اسید آسورکوربیک تأثیر منفی بر روی پایداری آنتوسیانین ها داشت و باعث کاهش معناداری در میزان پایداری آنتوسیانین ها در مقایسه با نمونه شاهد که میزان آن در روز صفر 49( mg1) بود، شده است p<0/05) ) بطوریکه محتوای آنتوسویانینی در نمونه شاهد در روز هفتم از 218 به ml/mg 106 در نمونه حاوی اسید آسکوربیک میرسد. در همین راستا نتایج به دست آمده با نتایج وست و موائور (2013) و هرنوانودز-هررو و فروتوس (2015) و چانگ و همکاران (2016) مطابقت داشت.

کاهش رنگ آنتوسیانین در حضور اسید آسکوربیک میتواند از طریق دو مکانیسم اصلی اتفاق بیفتد:(الف) واکنش تراکمی بین آنتوسیانین و اسید آسکوربیک و یا (ب) اتوکسیداسیون اسید آسکوربیک و تولید رادیکالهای آزاد (به عنوان مثال، پراکسید هیدروژن) که هسته فالویلیوم آنتوسیانین ها را شکاف میدهد )مرکادانته و بوبیو 2007 و وست و مائور 2013). در بسیاری از نوشیدنی ها آنتوسیانین ها و اسید آسکوربیک به ترتیب به خاطر افزایش رنگ طبیعی و طعم و ویژگیهای تغذیه ای افزوده می شوند؛ بنابراین، در این مطالعه، ما مزایای بالقوه اضافه کردن عصاره های گیاهی و پلی فنول ها (30 درصد وزنی/ وزنی) را برای تقویت پایداری آنتوسیانین به منظور جلوگیری از تخریب رنگ ارزیابی کردیم.

تاثیر عصاره گیاهی یا پلی فنول بر پایداری آنتوسیانین

چهار فیتوکمیکال به دلیل پتانسیل خوب به منظور مهار کاهش تخریب آنتوسیانین در عصاره چای ترش مورد بررسی قرار گرفتند. افزودن عصاره های گیاهی چای سبز، رزماری، گل سرخ و مریم گلی به عنوان منابع غنی از پلی فنول در حضور اسید آسکوربیک باعث افزایش محتوای آنتوسیانینی نسبت به نمونه شاهد و تیمار شماره 2 گردید و همچنین پایداری محتوای آنتوسیانینی را در طی مدت زمان نگهداری افزایش داد. در بین کوپیگمنت های به کاررفته (عصاره های گیاهی(، تیمار شماره 3 که حاوی 30 درصد وزنی/ وزنی چای سبز بود دارای بالاترین میزان ترکیبات آنتوسیانینی است (l/49mg/260) که این مسئله می تواند به علت پدیده کوپیگمنتاسیون باشد.

 به بیان دیگر پایداری بیشتر آنتوسیانین در هنگام افزودن چای سبز به عنوان منبع پلی فنول که غنی از ترکیباتی همچون کاتچین، گالو کاتچین، اپی کاتچین، اپی گالوکاتچین، اپی کاتچین گالاتو اپی گالوکاتچین گالات میباشد این است که از حمله مولکول های آب به یون فالویلیوم که باعث از بین رفتن رنگ می شود جلوگیری میکنند کوپجار و همکاران (2014). به دنبال آن، افزودن عصاره های گل سرخ، مریم گلی و رزماری (به عنوان منابع دیگر پلی فنول) در مرتبه های بعدی به منظور محافظت از آنتوسیانین قرار گرفته اند. تمامی نمونه های کوپیگمنته شده در شرایط تعریف شده نسبت به تیمار شاهد و تیمار شماره 2 )نمونه حاوی اسید آسکوربیک) اثر محافظتی قابل توجهی را در طی مدت زمان نگهداری از خود نشان دادند که در این عصاره چای سبز اثر کوپیگمنتاسیونی قوی تری را نسبت به سایر عصاره های گیاهی دیگر از خود نشان داد که علت آن میتواند مربوط به میزان بالاتر ترکیبات فنلی در عصاره چای سبز نسبت به سایر عصاره ها و همچنین حضور اسید گالیک در عصاره چای سبز باشد که باعث حفاظت بیشتر از آنتوسیانین شده است.

اسید گالیک میتواند ساختار آنتوسیانینی چای ترش را از حمله آب به عوامل آبدوست آن محافظت نماید و در نتیجه باعث پایداری بیشتر ساختار آنتوسیانین شود (خطیب زاده و جعفر زاده، 1395). یافته های این پژوهش با نتایج پلیزوتا و همکاران (2013 ) و کوپچار و همکاران (2014 ) و چانگ و همکاران (2016 ) و جادهاوا و بهوجبال (2019 ) مطابقت داشت. بطوریکه کوپجار و همکاران (2014 ) که به بررسی تأثیر افزودن عصاره های گیاهی برگ زیتون، چای سبز، شراب قرمز بر پایداری آنتوسیانینی آب توت سیاه پرداختند و نتایج نشان داد که در میان عصاره های گیاهی مذکور عصاره چای سبز بهترین عملکرد را داشته است. پلیزوتا و همکاران (2012) به بررسی تأثیر افزودن عصاره چای سبز در پایداری مربا رژیمی بلوبری پرداختند و دریافتند که محتوای آنتوسیانین در حضور عصاره چای سبز به خوبی حفظ گردید. جادهاوا و بهوجبال (2019) به بررسی اثر کوپیگمنتاسیونی بر روی پایداری حرارتی آنتوسیانین های چای ترش پرداختند. در این مطالعه عصاره آنتوسیانین های استخراج شده از چای ترش همراه با اسید فرولیک به طور قابل توجهی باعث افزایش پایداری آنتوسیانین ها شدند.

نتایج اندازه گیری تغییرات DI( شاخص تخریب)

تیمار شماره 3  دارای کمترین شاخص تخریب (930/1 )و تیمار شماره  2 دارای بالاترین شاخص تخریب (150/3 )در روز هفتم نگهداری در بین نمونه های مورد مطالعه بودند. این نتایج مطابق با نتایج مربوط به محتوای آنتوسیانین آن بود. به بیان دیگر، پس از آماده سازی نمونه ها، تیمار شماره 2 بالاترین محتوای آنتوسیانینی و پایین ترین شاخص تخریب را داشت. به طور کلی افزایش در شاخص تخریب نشان دهنده افزایش در تخریب رنگ دانه آنتوسیانین ها میباشد. در طی نگهداری، آنتوسیانین ها تجزیه میشوند و شاخص تخریب افزایش می یابد.

از دلایل افزایش شاخص تخریب میتوان به دما، pH ،اکسیژن، آنزیم ها، اسید آسکوربیک و... اشاره کرد. افزودن عصاره های گیاهی به عصاره چای ترش به طور معناداری توانست شاخص تخریب را کاهش دهد زیرا عصاره های گیاهی حاوی ترکیبات پلی فنولک هستند که میتواند با آنتوسیانین ها بر همکنش های هیدرو فوبیکی بدهند و این تعامل فیزیکی که کوپیگمنتاسیون نامیده میشود، باعث حفاظت آنتوسیانین از واکنش تراکمی با اسید آسکوربیک یا اکسیداسیون توسط پراکسید هیدروژن میشود. نتایج به دست آمده از این مطالعه با یافته های پلیزوتا و همکاران (2012) و کوپجار و همکاران (2014) داشت.

بررسی تغییرات ترکیبات فنولیک

محتوای تام ترکیبات فنولی با استفاده از معرف فولینسیو کالتو اندازه گیری گردید. میزان ترکیبات فنلی عصاره های استخراج شده چای سبز، رزماری، گل سرخ و مریم گلی به ترتیب برابر 4/54 و 4/67، 4/40 ،5/85 (mg/l) بود .از آنجائی که چای سبز، رزماری، مریم گلی و گل سرخ منابع غنی از ترکیبات پلی فنول هستند بنابراین انتظار میرود که تیمارهای حاوی این عصاره ها دارای ترکیبات پلی فنول کل بالاتری نیز باشند. با توجه به نتایج به دست آمده از این تحقیق محتوای فنولی کل بین تمامی گروه ها در تمامی روزها در دمای نگهداری  C°40 از لحاظ آماری اختلاف معنی دار آماری وجود داشتp<0/05)).

در شرایط تعریف شده، تیمار شماره  3که حاوی 30 درصد وزنی/ وزنی عصاره چای سبز بود دارای ترکیبات فنولیکی بیشتری نسبت به سایر تیمارها می باشد (5/78 mg/l) و تیمار شماره 2 که حاوی اسید آسکوربیک است دارای کمترین محتوای پلی فنول (2/85mg/l) می باشد. تیمار شماره 2 در مقایسه با تیمار شاهد که حاوی آنتوسیانین بدون کوپیگمنت بود 3/05mg/l)) دارای میزان ترکیبات فنولیک کمتری بود که این مسئله میتواند به علت افزودن اسید آسکوربیک به نمونه مورد نظر باشد چرا که همان طور هم پیشتر ذکر شد، اسید آسکوربیک از طرفی میتواند با تجزیه آنتوسیانین ها و یا تشکیل آنتوسیانین پلیمریزه شده باعث بد رنگ شدن و یا بی رنگ شدن آنتوسیانین ها می شود و از طرفی با اتوکسیداسیون اسید آسکوربیک و تولید رادیکال های آزاد اثر نامطلوبی بر روی کوپیگمنتاسیون داشته باشد (مرکادانته و بوبیو 2007 و وست و مائور 2013). در تیمار شماره 3 ،غلظت ترکیبات پلی فنول بالاتر از سایر نمونه ها بود بنابراین میتوان نتیجه گرفت که افزایش غلظت کوپیگمنت میتواند در معرض قرارگیری ساختارهای آنتوسیانینی و کوپیگمنت را بیشتر کند و کوپیگمانتاسیون مؤثرتری رخ دهد.

به بیان دیگر امکان ایجاد کمپلکس بین کوپیگمنت و آنتوسیانین بیشتر میشود که در نتیجه باعث پایداری بیشتر آنتوسیانین میشود. در این راستا کلمنت و گالی (2011) اثر افزودن میزان کوپیگمنت کافئیک اسید را روی کوپیگمانتاسیون آنتوسیانین های ضایعات انگور را بررسی کردند و مشاهده نمودند که افزایش میزان کوپیگمنت نسبت به عصاره خام سبب افزایش پایداری میشود. همچنین در طی مدت زمان نگهداری محتوای فنول تمامی تیمارها کاهش پیدا کرد که در مقایسه با تغییرات محتوای آنتوسیانینی روند آهسته تری را از خود نشان دادند؛ زیرا ترکیبات فنول در مقایسه با ترکیبات آنتوسیانینی دارای گروههای هیدروکسیل (OH)کمتری هستند و همین امر باعث میشود که این ترکیبات نسبت به ترکیبات آنتوسیانینی دیرتر اکسیدشوند. نتایج این مطالعه با چانگ و همکاران (2016) و پلیزوتا و همکاران (2012) و حسینی و همکاران (2014) مطابقت داشت.

نتیجه گیری

این پژوهش با هدف بررسی اثر کوپیگمنتاسیونی هر چه بیشتر ترکیبات آنتوسیانینی موجود در عصاره چای ترش توسط عصاره های گیاهی (رزماری، مریم گلی، گل سرخ و چای سبز) حاوی ترکیبات فنول به عنوان کوپیگمنت پرداخته شد و به منظور سرعت بخشیدن به روند تخریب رنگ دانه های آنتوسیانینی از عوامل افزایش دهنده تخریب مانند دمای بالای نگهداری، نور و حضور اسید آسکوربیک استفاده شد. نتایج نشان دادند که پایداری آنتوسیانین ها در حضور اسید آسکوربیک به طور قابل ملاحظه ای کاهش یافت. افزودن عصاره های گیاهی (چای سبز، رزماری، مریم گلی و گل سرخ) به عنوان منابع غنی از پلی فنول توانست به طور قابل توجهی پایداری آنتوسیانین ها را افزایش دهد.

مؤثرترین عصاره در مهار تخریب آنتوسیانین ها، عصاره چای سبز بود. مکانیسم موجود در تثبیت آنتوسیانین به تعامل آب گریز بین آنتوسیانین و عصاره چای سبز نسبت داده شد. همچنین محتوای فنول چای سبز نسبت به سایر عصاره های گیاهی مذکور بالاتر بود و همین امر باعث در معرض قرارگیری بیشتر ساختارهای آنتوسیانینی و کوپیگمنت گردید و کوپیگمانتاسیون مؤثرتری بین آنها رخ داد و منجر به پایداری بیشتر آنتوسیانین ها در طول مدت زمان نگهداری شد. به طور کلی این مطالعه استفاده بالقوه از عصاره های گیاهی که حاوی پلی فنول های خاص هستند را در تقویت پایداری رنگ آنتوسیانین ها در حضور اسید آسکوربیک نشان داد.

منابع مورد استفاده

1. موسسه استاندارد و تحقیقات صنعتی ایران، 1392.آب میوه لیمو ترش– ویژگی ها، استاندارد شماره 117.
2. صندوق داران م، 1379 .گزارش پیرامون کشت آزمایشی گیاهان چای ترش در چاه نیمه زابل، معاونت آموزش و تحقیقات مرکز تحقیقات منابع طبیعی و امور دام استان سیستان و بلوچستان.
3. خطیب زاده م، جعفر زاده م،)، کوپیگمانتاسیون آنتوسیانین گلبرگ زعفران با اسیدهای آلی و بررسی اثر pH ،غلظت و نوع کوپیگمنت بر آن. دومین کنفرانس بین المللی دستاوردهای نوین پژوهشی در شیمی و مهندسی شیمی، 16 اردیبهشت 1395.
4. Akkol E. K, Goger F, Kosar, M. and Baser K. H. C, 2008. Phenolic composition and biological activities of Salvia halophila and Salvia virgata from Turkey. Food Chemistry 108(3): 942-949.
5. Ames BN, Shigenaga M and Hagen TM, 1993. Oxidants, antioxidants and the degenerative diseases of aging. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 90(17): 7915–7922.
6. Aziz E, Gad N, and Badran N.M, 2007. Effect of cobalt and nickel on plant growth, yield and flavonoids content of Hibiscus sabdariffa L. Australian Journal of Basic Applied Sciences 1(2): 73-78.
7. Bhagwat S, Beecher G. R, Haytowitz D. B, Holden J.M, Dwyer J, Peterson J. and Gebhardt S E, 2003. Flavonoid composition of tea: Comparison of black and green teas. Agricultural Research Service. Usda database for the flavonoid content of selected foods. Home Page. Available:http://www.nal.usda.gov/fnic/food comp
8. Cavalcanti R, Santos D, Meireles M, 2011. Non-thermalstabilization mechanisms of anthocyanins in model and food systems-An overview, Food Research International, 44:499-509.
9. Clemente E & GallI D, 2011. Stability of the anthocyanins extracted from residues of the wine industry, Ciência e Tecnologia de Alimentos, 31(3): 765-768.
10. Chung C, Rojanasasithara T, Mutilangi W & McClements D. J, 2016. Stabilization of natural colors and nutraceuticals: Inhibition of anthocyanin degradation in model beverages using polyphenols. Food chemistry, 212: 596-603.http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2016.06.025
11. Duke J A, 1989. CRC Handbook of Medicinal Herbs. Boca Raton: CRC Press, 412-413.
12. Eliana FO, Paulo CS and Milton CC, 2007. Stability of anthocyanin in spinach vine (Basella rubra) fruits.Ciencia e investigación agraria. 34(2): 115-120.
13. Eiro M & Heinonen M, 2002. Anthocyanin color behavior and stability during storage. J. Agric. Food Chemistry 4: 7461-7466.
14. Gordillo, B., Rodríguez-Pulido, F.J., Escudero-Gilete, M.L., González-Miret, M.L. and Heredia, F.J., 2012. Comprehensive colorimetric study of anthocyanic copigmentation in model solutions. Effects of pH and molar ratio. Journal of agricultural and food chemistry, 60(11), pp.2896-2905.
15. Hosseini E, RafieiM, MirzaeiM, 2014. Determination of Antioxidant Power of Some Various Grape Juices by Voltammetric Method and Its Correlation with Polyphenolic Content, International Journal of Advanced Biological and Biomedical Research, 2(11): 2842-2849.
16. Hernandez-Herrero J. A& Frutos M. J, 2015. Influence of rutin and ascorbic acid in colour, plum anthocyanins and antioxidant capacity stability in model juices. Food Chemistry, 173: 495-500.
17. Katz B & Williams L. A, 2011. Cleaning up processed foods. Food Technology, 65(12): 33 – 37.
18. Kumar, S.N.A., Ritesh, S.K., Sharmila, G. and Muthukumaran, C., 2017. Extraction optimization and characterization of water soluble red purple pigment from floral bracts of Bougainvillea glabra. Arabian Journal of Chemistry, 10, pp.S2145-S2150.
19. Kopjar M, Bilic B & Pilizota V,2014. Anthocyanins, phenols, and antioxidant activity in blackberry juice with plant extracts addition during heating. Acta Alimentaria, 43(2): 333-343.
20. Mazza G, Brouillard R, 1990. The mechanism of copigmention of anthocyanins in aqueous solution. Phytochemistry 29: 1097 - 1102.
21. Malien-Aubert C, Dangles O, Amiot M, 2001. Color stability of commercial anthocyanin-based extracts in relation to the phenolic composition. Protective effects by intra and intermolecular copigmentation. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 49: 170-176.
22. Markakis P, 1982, Stability of anthocyanins in foods. Pp. 163-180. In: Markakis, P (eds.). Anthocyanins as food colors. New York- Academic Press.
23. Mercadante A, & Bobbio F. O, 2007. Anthocyanins in foods: Occurrence and physicochemical properties. In C. Socaciu (Ed.), Food Colorants Chemical and Functional Properties, Boca Raton, FL, USA: CRC Press, 241 – 276.
24. Milena M, Ramírez-Rodrigues A, Maria L, Plaza A, Alberto Azeredo A, Murat O, Balaban B, Maurice R, and Marshall A, 2012. Phytochemical, sensory attributes and aroma stability of dense phase carbon dioxide processed Hibiscus sabdariffa beverage during storage. Food Chemistry 134: 1425-1431
25. Norhaizan M, Fong S. H,Ismail A,Yee C. L, 2010.Antioxidant activity in different parts of roselle (Hibiscus sabdariffa L.) extracts and potential exploitation of the seeds, Food Chemistry 122: 1055–1060.
26. Olaleye M.T, 2007. Cytotoxicity and antibacterial activity of methanolic extract of Hibiscus sabdariffa.Journal of Medicinal Plants Research, 1(1): 9-13.
27. Pau-Ling T, Salmah Y, Suhaila M, 2002. Antioxidative properties of roselle (Hibiscus sabdariffa L.) in linoleic acid model system. Nutrition & Food Science ISSN, pp 0034-6659.
28. Pilizota V, Kopjara M, Zupanic N & Balija N, 2013. Anthocyanin content and antioxidant activity of reduced-calorie blueberry jams fortified with green tea or pine bark extracts. Acta Alimentaria, 41(4):424-432.
29. Rapisarda P, Fanella F, and Maccarone E, 2000. Reliability of Analytical Methods for Determining Anthocyanins in Blood Orange Juices, Journal of Agricultural and Food Chemistry, 48:2249–2252.
30. Reshma V. Jadhav, Santosh S. Bhujbal, 2019. Effect of Copigmentation on Thermal Stability of Hibiscus sabdariffa anthocyanins. Research Journal of Pharmacy and Technology. 12(6):2949-2954.
31. Schieber A, Mihalev K, Berardini N, Mollov P,Carle R, 2005. Flavonol Glycosides from distilled petals of Rosa damascene Mill. Zeitschrift fur Natuforschung. J Boisciences(C). 60: 379- 84.
32. Shahidi F,2000. Antioxidants in food and food antioxidants, Molecular Nutrition & Food Research,44: 158-63.
33. Talcott ST, Brenes CH, Pires DM,Del Pozo-Insfran D, 2003. phytochemical stability and color retention of copigmented and processed muscadine grape juice. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 51:957-963.
34. Tzulker R, Glazer I, Bar-Ilan I, Holland D, Aviram M, Amir R, 2007. Antioxidant activity, polyphenol content and related compounds in different fruit juices and homogenates prepared from 29 different pomegranate accessions. Journal of Agricultural and Food Chemistry,55: 9559-957.
35. West M. E, &Mauer L. J, 2013. Color and Chemical Stability of a Variety of Anthocyanins and Ascorbic Acid in Solution and Powder Forms. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 61(17): 4169-4179.
36. Wiseman H and Halliwell B, 1996. Damage to DNA by reactive oxygen and nitrogen species: Role of inflammatory disease and progression to cancer. Biochemistry Journal, 313: 17 – 29.
37. Yadong Qi, Chin L. Malekian F.Berhane M.Gager J, 2005. Biological Characteristics, Nutritional and Medicinal Value of Roselle, Hibiscus Sabdariffa, CIRCULAR – Urban Forestry Natural Resources and Environment 604.
38. Yurdiansyah A, Suhartanti D, Dahlan A, 2012. Test Activities Antifungal Methanol Extract Red Flowers Rosella Calyx (Hibiscus sabdariffa L.) on Candida albicans, As In Vitro, and Screening Phytochemicals. IC-GWBT2012, 23-24.